MASKANA.Vol. 9, Ed. 2, 17-34, 20=
18
https://doi.org/1=
0.18537/mskn.09.02.04
Š Author(s) 2018. This work is
distributed under the Creative Commons Attribution 4.0 License.
Art=
ículo
de Investigación
Comparación de las eficiencias de
recuperación de lípidos de las microalgas Chlorella y Scenedesmus obtenidas con diferentes
disolventes
María J. Pérez1, Jenny Quis=
hpi1,
Guillermina Pauta1, Fabián León2, Juan F. Cisneros
3 Departamento =
de
Recursos Hídricos y Ciencias Ambientales, Universidad de Cuenca, Campus Bal=
zay,
Cuenca, Ecuador.
Autor para correspondencia: andres.alvarado@ucuenca.edu.ec
Fecha de recepción: 18 de octubre de 2018-Fecha de aceptación: 11 de
diciembre de 2018
=
RESUMEN
Las
microalgas son capaces de producir lípidos que pueden ser usados para obten=
er
biocombustibles de tercera generación, los cuales buscan reemplazar a los
combustibles fósiles. Los objetivos de este estudio fueron: determinar la
composición de lípidos de las microalgas
Chlorella y Scenedesmus usando el método gravimétrico; determinar la eficiencia de diferentes solventes
para la extracción de lípidos con el método Soxhlet; y comparar las
productividades de recuperación de lípidos de las microalgas Chlorella
obtenidas con pretratamientos térmico y físico. Los resultados obtenidos
muestran que se recuperó la mayor cantidad de lípidos, un =
20.37%
por muestra seca, en la microalga Chlorella usando una la
mezcla de disolventes cloroformo: metanol en proporción 1:2. El aumento de =
la
cantidad de lípidos, generado con el uso de pretratamientos, no justifica su
uso, por lo que se recomienda que no se aplique un pretratamiento. Los
resultados permiten establecer una línea base en el aprovechamiento de
microalgas cultivables en la serranía ecuatoriana para la obtención de lípi=
dos
para biocombustibles.
=
Palabras
clave: lípidos, extracción, microalgas, biodiesel, disolventes.
=
ABSTRACT
The lipids of microalgae are the source for obtain=
ing
third-generation biofuels so that fossil fuels can be replaced. The objecti=
ves
of this study were to determine the composition of the lipids of Chlorella =
and
Scenedesmus microalgae using the gravimetric method; Determine the efficien=
cy
of different solvents for the extraction of lipids with the Soxhlet method =
and
compare the lipid recovery productivities of Chlorella microalgae with ther=
mal
and physical pretreatments. The highest amount of lipids, 20.37% per dry
sample, the microalga, the chlorella, the solvent mixture, the chloroform:m=
ethanol
in a 1:2 ratio. The increase in the amount of lipids generated with the use=
of
pretreatments no justifies its use for which it is recommended that no
pretreatment be applied. The results allow to establish a baseline in the u=
se
of microalgae cultivable in the Ecuadorian mountain to obtain lipids for
biofuels.
Keywords: lipids,
extraction, microalgae, biodiesel, solvents.
1.&n=
bsp;
INTRODUCCIÓN
El rápido incremento de la concentración de dióxido de carbono (CO
La biomasa de microalgas contiene tres componentes principales:
proteínas, carbohidratos y lípidos (aceite) (Dragone, Fernandes, Vincete, &=
amp;
Teixeira, 2010). Los lípidos pueden ser definidos como cualquier molécula
biológica que es soluble en un solvente orgánico. La mayoría de los lípidos
contienen ácidos grasos y, generalmente, pueden clasificarse en dos categor=
ías
en base a su polaridad: (1) lípidos neutros, que comprenden acilgliceroles y
ácidos grasos libres (FFA); y, (2) lípidos polares, que pueden subclasifica=
rse
en fosfolípidos (PL) y glicolípidos (GL) (Halim et al., 2012).
El proceso de producción de biodiesel a partir de microalgas está
conformado en términos generales por las etapas indicadas en la Figura 1
(Garibay, Vázquez-Duhalt, Sánch=
ez,
M.d.P., Serrano, & Martínez, 2009=
).
Para el cultivo de biomasa, el agua, los nutrientes, el CO2 y la
luz, son proporcionados a los sistemas de cultivos (abiertos, cerrados o
híbridos). El CO2 suministrado puede provenir del aire del ambie=
nte,
o bien, los sistemas de cultivo pueden ser acoplados a flujos ricos con este
gas procedente de emisiones industriales, tales como las de las plantas
generadoras de energía eléctrica. En la Cosecha, la biomasa producida es
separada del agua (Cai,
Park, & Li, 2013). El Secado, y la Extracción de lípidos,
seguido por la Conversión de
lípidos extraídos a biodiesel y glicerol mediante la Transerificación, y,
finalmente, la purificación del biodiesel producido (Garibay et al., 2009; Taher, Al-Zuhair, Al-Marzouqi, Haik, & Farid, 2014; Khan, Shin, & Kim, 2018).
|
|
|
Figura 1. Proceso integ=
rado
de producción de biodiesel y bioetanol a partir de microalgas (Garibay et al., 2009). |
Con el fin de producir biodiesel a partir de la biomasa celular al=
gal,
los lípidos deben ser extraídos de la célula y recolectarse (Lee, Lewis, &a=
mp;
Ashman, 2012). Esto requiere la interrupción o ruptura de la célula algal y=
se
puede lograr usando una variedad de métodos como la rotura mecánica y quími=
ca,
la extracción con solvente, la extracción con fluidos supercríticos, y
combinaciones o variaciones de estas técnicas (Sathish & Sims, 2012). V=
arios
métodos de extracción pueden ser utilizados para extraer el lípido a partir=
de
biomasa seca de microalgas. Las técnicas más usadas son Folch, Bligh y Dyer=
, y
Soxhlet (Taher et al., 2014). E=
xisten
varios estudios de la etapa de extracción del aceite de las microalgas para=
su
posterior transformación a biodiesel debido a la importancia de esta etapa =
en
la eficiencia y los costos globales del proceso (González, Viatcheslav, &am=
p;
Guzmán, 2009). Técnicas de extracción con solvente son ampliamente usadas y
eficaces para la extracción de lípidos a partir de microalgas (Brennan &
Owende, 2010). Esto es debido a la alta solubilidad de los lípidos en solve=
ntes
no polares tales como cloroformo, hexano y éter de petróleo.
Existen diferentes protocolos de extracción estándar tal como la
extracción Folch, Bligh y Dyer, y el Soxhlet o técnicas de Gold-Fisch. Aunq=
ue
el uso de solventes para extraer lípidos de algas es bastante sencillo, hay
inconvenientes cuando se aplica a las microalgas. Para tener resultados
óptimos, la extracción requiere que el agua se elimine de la biomasa antes =
de
la extracción de lípidos. Si la biomasa no se seca hasta un cierto punto, el
agua tiende a interferir en el proceso de extracción, protegiendo los lípid=
os
de la extracción con el solvente. Una gran cantidad de solventes se han
utilizado como solventes de extracción en el método Soxhlet, el uso de un
solvente no polar será selectivo al extraer lípidos no polares de las
microalgas como los triglicéridos, los cuales son lípidos ideales para la p=
roducción
de biodiesel (González et al., =
2009).
Además de los desafíos de extracción, el contenido de lípidos de l=
as
células de microalgas es importante ya que varía por especie de alga (Milan=
o et al., 2016). La efectividad prom=
edio
de la producción de biodiesel de microalgas depende de la productividad del
lípido, que es un efecto combinado de la productividad de biomasa y el
contenido de lípidos. El contenido de lípidos informado de microalgas está =
en
el intervalo de 20-30% (base seca) cuando las microalgas se cultivan en
condiciones controladas, con suficientes nutrientes. Sin embargo, bajo
condiciones de estrés, las microalgas pueden acumular mayor contenido de
lípidos. La primera condición de estrés, aplicada a las microalgas verdes, =
es
la deficiencia de nitrógeno, donde acumulaciones de más de 50% (base seca) =
han
sido reportadas. Esto se debe principalmente a la falta de nitrógeno necesa=
rio
para la síntesis de proteínas. El exceso de carbono de la fotosíntesis se
desvía hacia la vía de la producción de lípidos (Raja, Shanmugam, Ganesan,
& Carvalho, 2014).
Dentro de las varias alternativas tecnológicas, la producción de
biocombustibles ha recibido mucho interés científico en las últimas décadas=
(Milledge, 2011; Quinn & Davis, 2015). Los métodos actuales de cultivo de
microalgas para producción de biocombustibles resultan costosos (Jonker &am=
p;
Faaij, 2013; Fon Sing, Isdepsky, Borowitzka, & Moheimani, 2013), por lo=
que
una alternativa económica y ambientalmente viable seria aprovechar los
efluentes de sistemas lagunares tales como lagunas de estabilización (WSP) y
lagunas de algas de alta tasa (HRAP), que contienen altas concentraciones de
estos microorganismos (Durazno, 2009), con una notable reducción de la huel=
la
de carbono global generada por el sistema de tratamiento. Aunque el uso sol=
o de
HRAPs para la producción de biocombustibles no es económico, el acoplamien=
to
del tratamiento de las aguas residuales con la producción de biocombustible=
s se
considera financieramente viable (Sutherland, Turnbull, Broady, & Cragg=
s,
2014; Sutherland, Howard-Williams, Turnbull, Broady, & Craggs, 2014). U=
na
gran ventaja de las HRAPs sobre las WSPs es la recuperación del recurso d=
e la
biomasa algal, para usarse como fertilizante, alimento rico en proteínas o
biocombustible, y agua como efluente tratado a un estandar alto. Los
principales tipos de algas presentes en WSP son las verdes (Chlorophyta) y =
las
pigmentadas (Euglenophyta). Los géneros más importantes de estos grupos son
Chlorella, Chlamydomonas y Euglena, de los cuales estos dos últimos poseen
flagelos. Una tercera división de algas presentes en el sistema son las
Cianobacterias, que poseen características de bacterias y algas pero que son
clasificadas como bacterias. Estos organismos no tienen orgánulos locomotor=
es,
pero son capaces de moverse a través del sistema por deslizamiento. Las
Cianobacterias típicamente proliferan en condiciones de pH bajo y baja
disponibilidad de nutrientes, lo que es un ambiente desfavorable para el
crecimiento de las Chlorophytas. Las Cianobacterias más importantes present=
es
en las WSPs son Oscillatoria, Phormidium, Anacystis y Anabaena. Otros tipo=
s de
algas que se pueden encontrar en las WSPs son Bacillariophyta y Chrysophyta
(Sperling, 2007). Las especies de algas que comúnmente se encuentran en las
plantas de tratamiento del tipo HRAP's (e.g. Scenedesmus sp, Micractiniumsp,
Actinastrumsp, y Pediastrum sp) pueden crecer como colonias grandes
sedimentables (diámetro de colonia de 50 a 200 μm), y también forman
grandes bio-flóculos (diámetro >500 μm), asociados con bacterias (<=
/span>Alvarado, Vedantam, Goethals, & Nopens, 2=
012).
El objetivo de este estudio es realizar un
análisis cuantitativo de la composición de lípidos de varias familias de
microalgas para su potencial uso como biocombustibles con procedimientos
gravimétricos. Además, determinar la eficiencia de extracción usando difere=
ntes
solventes para la extracción de lípidos a partir de biomasa algal con el mé=
todo
Soxhlet. Estudiar la productividad de lípidos con las microalgas Chlorella y
Scenedesmus cultivadas bajo diferentes condiciones de nutrientes. Finamente,
comparar la productividad de lípido aplicando un pretratamiento de disrupci=
ón
celular térmico y físico a la biomasa de la microalga Chlorella con respect=
o a
la biomasa sin pretratamiento. Este
proyecto representa una fase inicial de investigación que permitirá estable=
cer
futuras líneas de investigación para aprovechar las nuevas fuentes de energ=
ía
renovable como el biocombustible, producido mediante la extracción de lípid=
os
de microalgas en las condiciones expuestas de la serranía ecuatoriana.
2.&n=
bsp;
MATERIALES Y MÉTODOS
=
2.1. =
Instru=
mentos
Una centrífuga Thermo Scientific Heraeus
Megafuge 8. Una bomba de succión, un filtro de porcelana, y un filtro de pa=
pel
de Whatman de 110 mm de diámetro. Equipo Soxhlet P-Selecta Uniplac de placas
circulares 6002316 para la extracción de lípidos. Para pesar se utilizó una
Balanza de precisión de 0.0001g Excellence Analytical Balances modelo XS-=
204
de METTLER TOLEDO. Todos los solventes utilizados eran de grado HPLC con pu=
reza
>99.5%.
2.2. =
Cepas
y medio de cultivo
Se empleó biomasa algal de diferentes fami= lias de microalgas provenientes del proyecto VLIR Plantas Medicinales de la Universidad de Cuenca, en donde se realizó un proceso de aislamiento de diferentes cepas de microalgas. Dos familias fueron identificadas: Chlorell= a y Scenedesmus, procedentes de las lagunas de maduración de la PTAR ubicada en= el sector Ucubamba de la ciudad de Cuenca. Tres familias de microalgas provenientes de diferentes embalses no pudieron ser identificadas pero, de acuerdo al proyecto, fueron clasificadas como cianobacterias; para que estas pudieran ser aisladas, se asignó los siguientes nombres genéricos: H1, proveniente del Parque Nacional El Cajas, y, FF.Especie 1 y FF.Especie 3, provenientes del sector La Josefina, en el río Paute, provincia del Azuay.<= o:p>
Se controló las condiciones de cultivo
proporcionando luz artificial, con ciclos alternados de una hora luz y una =
hora
obscuridad. Se controló que las algas no se sedimenten y adhieran a las par=
edes
de los reactores mediante agitadores magnéticos a una velocidad de 150 rpm.=
Se
adicionó oxígeno al reactor, con un compresor tipo pecera en el cual se con=
ectó
la manguera de diámetro 1/4, y, al final de esta, el difusor de aire. Se
monitoreo la medida de pH utilizando un pH metro YSI MultiLab IDS 4010-2.
Cuando los valores de pH sobrepasaban el rango óptimo, éste se controló med=
iante
la adición de pulsos de CO2. Si el pH del cultivo estaba por deb=
ajo
del rango óptimo, éste se reguló con la adición de bicarbonato. Se cultivar=
on
en un medio comprendido por bicarbonato de Sodio NaHCO3 y abono
completo que contiene: 12% de Nitrógeno, 12% Fósforo, 17% de Potasio, 2% de
Magnesio y otros micronutrientes incluyendo pulsos de dióxido de carbono
proporcionando una concentración de 0.1 g l-1 de NPK y 0.07g l
Al final del proceso de extracción, que
normalmente dura unas pocas horas, el balón de ebullición con el lípido
extraído es removido, el disolvente evaporado y la masa remanente del lípido
extraído es medida (
2.3. =
Experimentación
Todos los análisis se realizaron por dupli=
cado
con 1 g de muestra de biomasa microalgal seca y pulverizada, se pesó con
precisión en un cartucho de extracción. El cartucho con la muestra fue
transferida a la cámara de extracción en el aparato Soxhlet. El solvente fue
colocado en la cámara de extracción teniendo en cuenta que su volumen sea c=
apaz
de alcanzar un sifonamiento en el extractor, se utilizó una cantidad de 150=
ml
del solvente y se colocó en las placas de calefacción. Se abrió el suminist=
ro
de agua de refrigeración a los condensadores para asegurar un continuo
reciclaje del solvente. Según Ramluckan et
al. (2014) se recomienda que la extracción se realice a la temperatura =
de
ebullición de los solventes. Las temperaturas del punto de ebullición se
programaron utilizando puntos de ebullición de los solventes mostrados en la
Tabla 1. El equipo Soxhlet usado en este proyecto contiene un dial como
indicador relativo de temperatura. En el manual se menciona que las placas
circulares calefactoras están diseńadas para trabajar hasta una temperatura
máxima de 400°C. Debido a que no se conoce a que temperatura correspondía c=
ada
nivel del indicador, esta se determinó utilizando un termómetro infrarrojo.=
Por
lo tanto, se colocó el indicador de temperatura en el nivel 7 para los caso=
s en
los que se utilizaron solventes con puntos de ebullición altos, como el eta=
nol,
y un nivel tres o cuatro cuando se utilizaron solventes con puntos de
ebullición bajos como la acetona y éter dietílico (datos no mostrados). Las
extracciones se llevaron a cabo en forma sucesiva por la recirculación del
solvente, donde los lípidos extraídos permanecieron en el fondo del balón de
ebullición. Se finalizó la extracción cuando el solvente recuperó su color
inicial (transparente) dentro de la cámara de extracción, apreciándose en f=
orma
visual. Terminado el proceso de extracción de lípidos y recuperación de
solvente, se extrajo el balón de ebullición de 500ml de capacidad con los
lípidos extraídos; este balón fue pesado previo a la extracción (vacío). El
solvente se eliminó por evaporación en una estufa durante una hora y a una
temperatura de 110°C. Los balones de ebullición se transfirieron a continua=
ción
a un desecador hasta que se enfríe durante aproximadamente 30 minutos y, a
continuación, se volvió a pesar en la balanza analítica para obtener el peso
seco del balón de ebullición más contenido de lípido algal. Se utilizó el
Hexano como blanco para establecer la línea base para el rango en el que se
hicieron mediciones.
Seis solventes fueron utilizados para la
extracción (Tabla 1). La metodología de extracción utilizada consistió en
solventes individuales y mezclas binarias de solventes, utilizando los mism=
os
protocolos de extracción utilizados para la extracción con solventes
individuales. Las diferentes extracciones para las familias Chlorella y
Scenedesmus en cuanto al uso de solventes individuales se realizaron usando
solo cloroformo, etanol, n-hexano y éter dietílico. En cuanto a las
combinaciones binarias realizadas fueron, cloroformo:metanol (1:2), metanol=
:n-
hexano (1:3), cloroformo:etanol (1:3), etanol:hexano (1:3), cloroformo:etan=
ol
(1:1), éter dietílico:etanol (1:1), cloroformo:hexano (1:2) y, por último,
hexano:acetona (1:1). Para efectos de optimizar los procesos experimentales=
y
los recursos, se realizó la extracción utilizando los solventes mencionados=
en
una primera etapa, pero únicamente con las especies Chlorella y Scenedesmus=
. El
análisis de los resultados, en esta primera etapa, sirvió para seleccionar =
las
4 diferentes combinaciones de solventes que dieron los mejores resultados
(mayores concentraciones lipídicas) en las especies estudiadas. Para las
especies, F.F. Especie 1, F.F. Especie 3 y H1 se realizaron las extracciones
con las combinaciones de solventes seleccionadas con los mejores resultados=
en
la etapa previa.
La segunda etapa de cultivo duró tres sema=
nas.
Durante este tiempo se sometió a las familias Chlorella y Scenedesmus a
condiciones de estrés, provocado por la disminución de nutrientes en el
cultivo, específicamente a través de un suministro de nutrientes igual a la
mitad de la concentración utilizada en condiciones ideales de crecimiento,
esto, con el fin de incrementar la productividad lipídica usando la combina=
ción
binaria de solventes cloroformo: metanol (1:2) y utilizando el mismo protoc=
olo
de extracción.
|
Tabla 1.<=
/span> Propiedades relevantes de los solventes
usados (=
Ramluc=
kan et al., 2014)<=
span
style=3D'mso-bookmark:_Toc408427260'>. |
|||
|
Solvente |
Índi=
ce
de polaridad |
Punt=
o de
ebullición (°C) |
Dens=
idad
a 25°C (g mL-1) |
|
Hexano |
0.1<= o:p> |
69.0=
|
0.65=
9 |
|
Éter Dietílico |
2.8<= o:p> |
34.6=
|
0.70=
6 |
|
Cloroformo |
4.1<= o:p> |
60.5=
-61.5 |
1.49=
2 |
|
Acetona |
5.1<= o:p> |
56.0=
|
0.79=
1 |
|
Metanol |
5.1<= o:p> |
64.7=
|
0.79=
2 |
|
Etanol |
5.2<= o:p> |
78.0=
|
0.78=
9 |
|
Agua (solo para comparación) |
10.2=
|
100.=
0 |
1.00=
0 |
Se realizaron pretratamientos de biomasa a=
lgal
con muestras de la familia Chlorella con el fin de obtener una mayor
productividad de lípido más clorofila. En la Tabla 2 se observan los result=
ados
de pretratar la biomasa algal en el autoclave y en el liofilizador. El proc=
eso
de liofilización duró alrededor de 24 horas. Para este procedimiento se usó=
un
Liofilizador LABCONCO FreeZone de 2.5 litros con una plataforma de 12 puert=
os.
Para el autoclavado se sometió a la biomasa algal seca sin triturar durante=
30 min,
a una presión de 100 MPa y a 100°C, en un autoclave marca Trident modelo
EA-632, colocándose previamente la muestra en una caja Petri (envuelta en p=
apel
aluminio y papel vegetal). Para la extracción se utilizó la combinación bin=
aria
de solventes cloroformo: metanol (1:2) utilizando el mismo protocolo de
extracción.
2.4. =
Cálculo
de las cantidades de lípido y clorofila
La masa total de lípidos extraído (Pl=
)
se determinó a partir de la diferencia de la masa del balón de ebullición a=
ntes
y después de la extracción. El valor se expresó como un porcentaje de la ma=
sa
original de biomasa pesada (Pv). La cantidad de extracto de lípi=
dos
extraídos en la muestra se calculó utilizando la siguiente fórmula general:=
% =
de
lípido extraído + clorofila=
=3D 100
* (Pl Pv) / peso de muestra a=
lgal
seca
dónde:
Pl: Peso del balón de ebullición=
más
lípido algal y clorofila.
Pv: Peso del balón de ebullición vacío
3.&n=
bsp;
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
=
3.1. =
Porcen=
tajes
de lípido extraído de diferentes familias
Para la familia Chorella, los resultados (=
Fig.
2) muestran el promedio de los análisis duplicados realizados con cada solv=
ente
y combinación binaria de éstos, también se incluye el error relativo. Los
valores más altos (>16%) de lípido extraído fueron alcanzados con la mez=
cla
binaria cloroformo:metanol (1:2), metanol:hexano (1:3), etanol y
cloroformo:etanol (1:3), con un tiempo de extracción promedio de 4 h 30 min.
Los solventes restantes arrojaron porcentajes de lípidos extraídos entre 5 y
15%.
|
|
|
|
Figura
2. Porcentaje de lípido y clorofila extraído por el
método Soxhlet utilizando, solventes individuales y mezclas binarias para=
la
familia Chlorella [1 =3D Cloroformo: Metanol (1:2); 2 =3D Metanol:Hexano (1:3); =
3 =3D
Etanol; 4 =3D Cloroformo:Etanol (1:3); 5 =3D Etanol:Hexano (1:3); 6 =3D
Cloroformo:Etanol (1:1); 7 =3D Cloroformo; 8 =3D Éter Dietílico:Etanol (1=
:1); 9 =3D
Cloroformo:Hexano (1:2); 10 =3D Hexano; 11 =3D Eter Dietilico; 12 =3D
Hexano:Acetona (1:1)]. |
Figura
3. Porcentaje de lípido y clorofila extraído por el
método Soxhlet utilizando, solventes individuales y mezclas binarias para=
la
familia Scenedesmus [1 =3D Cloroform:Metanol (1,2); 2 =3D Metanol:Hexano (1:3); 3 =3D Etanol; 4 =3D
Cloroformo:Etanol (1:3); 5 =3D Etanol:Hexano (1:3); 6 =3D Cloroformo:Etan=
ol
(1:1); 7 =3D Cloroformo; 8 =3D Cloroformo:hexano (1:2); 9 =3D Hexano; 10 =
=3D
Hexano:Acetona (1:1)]. |
Basado en el principio de extracción, dond=
e lo
semejante disuelve lo semejante, el
alto porcentaje de lípido obtenido con la mezcla cloroformo:etanol (1:3) in=
dicó
que la especie Chlorella contiene cantidades de lípidos polares y neutros.
Cuando en las extracciones se utilizó un solvente con etanol, el porcentaje=
fue
superior al 18%, mientras que con cloroformo, este porcentaje fue mayor al =
11%.
Cuando se compararon estos con el valor obtenido usando la mezcla binaria
cloroformo:etanol (1:3) el porcentaje de lípidos fue mayor al 14% lo cual
indica que la combinación de solventes mejora la eficiencia de un solvente
individual que, generalmente, extrae un porcentaje de lípidos menor. La mej=
or
eficiencia de extracción fue producida por la mezcla metanol:hexano (1:3), =
con
un porcentaje de lípidos de 20.37%, presentando una mínima diferencia con la
mezcla cloroformo:metanol (1:2), con un porcentaje del 20.22%.
El porcentaje de lípido extraído con éter
dietílico fue de 5.38%, al ser este un solvente no polar los lípidos obteni=
dos
en su mayoría no fueron apolares. Cabe mencionar que, al utilizar este
solvente, se tuvieron ciertos inconvenientes debido a su alta volatilidad ya
que, durante la extracción, se evaporó gran cantidad de éste. Esto impidió =
el
sifonamiento del mismo en la cámara de extracción por lo que se tuvo que
continuamente agregar una cantidad adicional de solvente en la cámara de
extracción. Su olor característico y toxicidad impidió que éste se pueda us=
ar
para la familia Scenedesmus.
Para la familia Scenedesmus, los resultado=
s de
porcentajes de lípidos más clorofila y su valor relativo se ilustran en la =
Figura
3. Los valores más altos (>17%) de lípido extraído fueron alcanzados con=
las
mezclas binarias cloroformo:metanol (1:2), metanol:hexano (1:3), etanol y
cloroformo:etanol (1:3), con un tiempo de extracción promedio de 4h 50min. =
Los
porcentajes de lípidos obtenidos con las mezclas metanol:hexano (1:3), etan=
ol y
cloroformo:etanol (1:3) no evidenciaron una gran variabilidad en sus valore=
s,
los cuales fueron de 17.95%, 16.86 y 17.59%, respectivamente. El porcentaje=
más
bajo de extracción fue con el solvente n-hexano, con un valor de 7.04%.
Para la familia F.F. Especie 3 se evidenció
que el valor más alto de porcentaje de lípido extraído más clorofila fue co=
n la
mezcla metanol:hexano (1:3) de 19.17%, seguido por un 18.31% de la mezcla
cloroformo:metanol (1:2). Con el solvente etanol se obtuvo 13.53% de lípido=
más
clorofila y con la mezcla cloroformo:etanol (1:3) un valor de 12.69% (Fig. =
4).
Las dos primeras mezclas no presentaron una mayor variación en el porcentaj=
e de
lípidos más clorofila extraída, por lo que, para esta especie, cualquiera de
estas pude ser elegida como la más eficiente en la extracción de lípidos.
Para la familia F.F. Especie 1, el valor m=
ás
alto de porcentaje de lípido más clorofila extraído fue con la mezcla
cloroformo:metanol (1:2) de 17.69%; mientras que con la mezcla metanol:hexa=
no
(1:3) el valor fue de 13.96%. La extracción realizada con etanol resultó en=
un
9.23% de lípido más clorofila. La mezcla cloroformo:etanol (1:3) dio el val=
or
más bajo, resultando de 5.77% (Fig. 5).
|
|
|
|
|
Figu=
ra
4. Porcentaje de lípido y clorofila extraí=
do
por el método Soxhlet utilizando, solventes individuales y mezclas binari=
as
para la familia F.F. Especie 3. |
Figu=
ra
5. Porcentaje de lípido y clorofila extraí=
do
por el método Soxhlet utilizando, solventes individuales y mezclas binari=
as
para la familia F.F. Especie 1. |
=
Figura 6. |
|
[1 =3D Cloroformo: Metanol (1:2); 2 =3D Metanol:Hexano (1:3); 3 =3D Etano=
l; 4 =3D
Cloroformo:Etanol (1:3)] |
Para la familia H1, el valor más alto de
porcentaje de lípido extraído más clorofila fue con la mezcla
cloroformo:metanol (1:2) de 5.46%, mientras que con la mezcla metanol:hexano
(1:3) fue de 4.49%. La extracción realizada con etanol fue de 3.91% de lípi=
do
más clorofila. La mezcla cloroformo:etanol (1:3) dio el valor más bajo 2.92=
% (Fig.
6). Se puede observar que, para esta especie, todos los valores de porcenta=
je
de lípido más clorofila fueron relativamente bajos.
=
3.2. =
Produc=
tividad
de lípidos bajo diferentes condiciones de nutrientes
Para las familias de Chlorella y Scenedesm=
us,
la Tabla 2 muestra los resultados de la extracción de lípido más clorofila,=
en
las dos etapas de cultivo.
|
Tabla 2. Porcentaje de lípido más
clorofila en la primera y segunda etapa de cultivo con diferentes condici=
ones
de cultivo para las familias Chlorella y Scenedesmus. |
||
|
|
Fami=
lias
de microalgas |
|
|
Etapas de cultivo |
Scenedesmus [Lípido + clorofila (%)] |
|
|
1ra etapa |
20.2=
2 |
20.1=
0 |
|
2da etapa |
22.4=
6 |
23.1=
7 |
|
1ra etapa: 0.07 g l-1 de
bicarbonato; 0.1 g l-1 de nutrientes 2da etapa: 0.07 g l-1 de
bicarbonato; 0.05 g l-1 de nutrientes Combinación de solventes usada para la
extracción de lipido: cloroformo:metanol (1:2) |
Se puede observar que los porcentajes en la
segunda etapa de cultivo (condiciones de estrés) son mayores. Sin embargo, =
la
diferencia respecto a las condiciones con un suministro normal de nutriente=
s no
es significativa. Sería necesario realizar nuevas experimentaciones sometie=
ndo
a los cultivos a concentraciones de nutrientes mucho menores para lograr qu=
e la
productividad de lípidos aumente significativamente.
=
3.3. =
Porcen=
taje
de lípidos bajo condiciones de pretratamiento
En la Tabla 3 se observan los resultados de
pretratar la biomasa algal en el autoclave y en el liofilizador.
|
Tabla 3. |
|
|
Fami=
lia
de microalga |
|
|
Chlo=
rella
[Lípido + clorofila (%)] |
|
|
Biomasa sin pretratar |
20.2=
2 |
|
* Biomasa con
pretratamiento de disrupción celular térmico |
20.4=
6 |
|
Biomasa con pretrat=
amiento
de Liofilización |
23.6=
5 |
* Realizado con autoclave por 30 min (100°=
C y
100 MPa)
Condiciones del
cultivo (1ra etapa): 0.07 g l-1 de bicarbonato; 0.1 g l-1
de nutrientes
Combinación de
solventes usada para la extracción de lípido: cloroformo:metanaol (1:2)
Se puede observar que el porcentaje de aum=
ento
de productividad cuando se sometió al autoclave fue prácticamente nulo debi=
do a
que sólo aumentó 0.24%. En fuentes bibliográficas revisadas se menciona que=
la
biomasa algal debe permanecer en el autoclave en un tiempo óptimo de 1 a 3
horas. Por la gran energía requerida para el encendido del autoclave del
laboratorio de Sanitaria de la Facultad de Ingeniería, la biomasa algal fue
sometida al autoclave durante únicamente 30 minutos, resultando en un mínimo
aumento del porcentaje mostrado.
En cuanto a la liofilización, los resultad=
os
muestran un aumento del 3.43%, consideramos que este aumento no es eficient=
e,
debido a las grandes cantidades de energía que son requeridas para este
proceso, representando un gasto energético innecesario.
A futuro, es necesario analizar, en forma
cuantitativa, la energía empleada en cada una de estas técnicas de disrupci=
ón
celular. Esto, con el propósito de realizar una comparación del balance
energético total de la producción de lípidos bajo las condiciones
experimentadas en la presente investigación.
4.&n=
bsp;
CONCLUSIÓN
El rendimiento más alto de lípidos para la=
s 5
familias de microalgas estudiadas fueron los siguientes: Chlorella obtuvo 20.37% y F.F.
Especie 3 obtuvo 19.17% con la mezcla metanol:hexano (1:3), Scenedesmus obtuvo 20.10%, F.F. Especie 1 obtuvo 17.69% y H1 obtuvo 5.46%, con la mezcla
cloroformo:metanol (1:2), de lípido más clorofila. Por esta razón se
recomiendan estas dos mezclas como las más eficientes para la extracción de
lípidos más clorofila.
Con los resultados obtenidos se puede conc=
luir
que la combinación de solventes mejora la eficiencia del solvente que
individualmente extrae un porcentaje menor de lípidos. Combinaciones mayore=
s no
se recomiendan debido a que son poco prácticas e incrementarían el costo de=
la
producción del biodiesel principalmente a grandes escalas. La familia Chlorella es la que mayor producti=
vidad
de lípidos posee a diferencia de la familia H1
que produce un promedio de 4.19% de lípidos más clorofila para todas las
combinaciones de solventes que se realizaron.
Basado en el principio de extracción donde=
lo
semejante disuelve lo semejante el alto porcentaje de lípido obtenido con=
la
mezcla cloroformo:etanol (1:3) indicó que las familias Chlorella y Scenedesmus=
contienen cantidades de lípidos polares y neutros. El porcentaje de lípido
extraído con éter dietílico fue de 5.38% en la familia Chlorella, al ser éste un solvente no polar los lípidos obtenid=
os
en su mayoría no fueron apolares.
AGRADE=
CIMIENTOS
Los autores expresan su agradecimiento a la
Dirección de Investigación de la Universidad de Cuenca por el financiamiento
para la ejecución de la presente investigación.
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